本文属于类型b，是一篇关于炎症性肠病（inflammatory bowel disease, IBD）化学诱导小鼠模型的方法学综述及实验方案论文。
文章作者为Raffaella Maria Gadaleta、Oihane Garcia-Irigoyen和Antonio Moschetta，分别来自意大利巴里大学（University of Bari）跨学科医学系、伦敦帝国理工学院汉默史密斯医院（Hammersmith Hospital, Imperial College London）外科与癌症系以及意大利国家生物结构与生物系统研究所（Istituto Nazionale Biostrutture e Biosistemi, INBB）。该文于2017年3月发表于*Current Protocols in Mouse Biology*期刊第7卷第13至28页，题为“Exploration of Inflammatory Bowel Disease in Mice: Chemically Induced Murine Models of Inflammatory Bowel Disease (IBD)”。
炎症性肠病是一种慢性、多因素参与的炎症性疾病，以肠道炎症活动期与缓解期交替出现为特征，可导致严重并发症甚至死亡。克罗恩病（Crohn’s disease, CD）和溃疡性结肠炎（ulcerative colitis, UC）是人类IBD的两大主要表型，二者在炎症部位和深度方面存在明显差异：CD可累及消化道任何部位，炎症常为透壁性并伴狭窄和瘘管；UC则主要局限于结肠或直肠，炎症通常限于黏膜层。由于单一动物模型无法完全模拟人类IBD的复杂性，化学诱导模型因其操作快速、步骤简便而成为应用最广泛的肠道炎症模型。本文重点介绍了葡聚糖硫酸钠（dextran sodium sulfate, DSS）和2,4,6-三硝基苯磺酸（2,4,6-trinitrobenzenesulfonic acid, TNBS）诱导的小鼠结肠炎模型，并讨论其与IBD病理生理学及临床前治疗研究的相关性。
文章首先阐述了IBD的发病机制背景。研究表明，IBD的发生与遗传易感个体中黏膜免疫应答失调和肠上皮屏障功能受损有关。多种IBD相关基因参与抗菌防御（如NOD2、ATG16L1、cathelicidin、defensins）和屏障功能维持（如PTPsigma、MAGI2、myosin IXb、E-cadherin）。肠上皮屏障位于肠腔与肠道相关淋巴组织之间的界面上，由通过细胞间连接紧密相连的肠上皮细胞构成；肠上皮细胞还分泌细胞因子和趋化因子触发炎症反应，而杯状细胞分泌的黏液层则保护黏膜表面免受抗原侵害。IBD患者常出现杯状细胞丢失和上皮屏障功能受损，导致细菌易位和炎症发生。当前治疗主要依赖非特异性抗炎药和免疫抑制剂，不良反应明显，亟需新的治疗策略。
在DSS模型部分，文章详细描述了DSS诱导急性结肠炎的基本方案。DSS是一种水溶性硫酸化多糖，分子量范围5至1400 kDa，其中40至50 kDa的DSS最适合诱导严重结肠炎。DSS对肠道上皮细胞具有毒性，破坏黏膜屏障完整性，引起以直肠出血、腹泻、溃疡和粒细胞浸润为特征的急性结肠炎，其临床和组织学特征与人UC相似。方案采用9至16周龄、性别和年龄匹配的小鼠，将DSS溶解于高压灭菌饮用水中供小鼠自由饮用，每日记录体重、饮水量并收集粪便检测潜血。当体重下降超过初始体重20%且出现明显脱水和腹泻症状时，应按伦理要求处死动物。结肠炎分析包括测量结肠长度、结肠壁增厚程度、组织学评分（炎症细胞浸润、上皮损伤、杯状细胞丢失）以及mRNA和蛋白质表达分析。此外，还可通过口服异硫氰酸荧光素标记的葡聚糖（FITC-dextran）进行体内肠道通透性检测。
在DSS诱导慢性结肠炎方案中，文章采用周期性给予DSS和饮水交替的方法模拟人类IBD活动期与缓解期交替的特征。通常急性方案使用较高浓度DSS（如3.5%）短期暴露（5天），而慢性方案则采用较低浓度（如2% w/v）DSS暴露7天、间隔14天饮水、重复三个周期的模式。慢性DSS结肠炎中，促炎性免疫细胞（T细胞、巨噬细胞）数量超过中性粒细胞，而中性粒细胞是急性结肠炎中的主要效应细胞。
在氧化偶氮甲烷（azoxymethane, AOM）联合DSS诱导结肠炎相关癌变的方案中，文章指出慢性肠道炎症可通过诱导基因突变、增加隐窝细胞增殖、改变隐窝细胞代谢、影响胆汁酸肠肝循环和肠道微生物群等机制促进癌变。该方案在易感品系小鼠中先单次腹腔注射基因毒性结肠致癌剂AOM，5天后开始DSS周期给药（如7天DSS、14天饮水交替）。AOM/DSS模型可在7至10周内诱导小鼠结肠肿瘤，显著短于其他模型所需的数月时间。肿瘤计数时可将结肠纵向剖开，使用阿尔新蓝或亚甲蓝染色以宏观显示肿瘤。
在TNBS诱导结肠炎方案中，TNBS为半抗原化合物，经直肠灌注时需溶解于乙醇中。乙醇的作用是破坏黏膜屏障，而TNBS则使结肠自体蛋白或微生物群蛋白半抗原化，使其对宿主免疫系统具有免疫原性。TNBS诱导的结肠炎以固有层CD4+ T细胞、中性粒细胞和巨噬细胞浸润为特征，伴严重腹泻和体重下降，整体病理特征与CD相似。方案采用9至12周龄小鼠，禁食24小时后在轻度麻醉下经直肠插入导管约4 cm，缓慢注入TNBS-乙醇溶液150 µl，随后保持小鼠头向下垂直位45至60秒以防止药液泄漏。对照组仅给予相应浓度乙醇。TNBS诱导的结肠炎症在2周内逐渐加重，最终要么动物死亡，要么部分恢复并遗留长期低度炎症。C57BL/6小鼠对TNBS结肠炎相对抵抗，而SJL/J和BALB/c小鼠更为敏感。
文章在背景信息部分进一步讨论了不同小鼠品系对化学诱导结肠炎的敏感性差异。C3H/HeJBir、C3H/HeJ、NOD/LtJ和NOD-SCID小鼠对DSS诱导结肠炎高度敏感，而NON/LtJ和NON.H2g7品系则表现为抵抗；C57BL/6小鼠对急性DSS结肠炎呈中度至高度敏感，但对TNBS结肠炎相对抵抗。肠道微生物群在化学诱导结肠炎的发生和严重程度中起关键作用，无菌环境中饲养的遗传修饰动物和化学诱导结肠炎动物几乎不发生肠道炎症，表明肠道微环境成分对于黏膜炎症的启动和维持是必需的。
在免疫学特征方面，DSS诱导的结肠炎虽然并非典型的Th1型模型，但更接近人类UC；而TNBS模型涉及IL-12驱动的Th1介导炎症，与CD更为相似。TNBS模型的一个重要特点是结肠炎症持续存在，原因可能是TNBS激活的效应免疫细胞与普遍存在的黏膜抗原发生交叉反应。
在关键参数与故障排除部分，文章强调了预实验优化DSS和TNBS浓度及暴露时间的必要性，建议从同一供应商购买小鼠并在同一房间饲养以减少微生物群差异造成的变异性，避免不必要的换笼以减少应激。若观察到DSS溶液浑浊应新鲜配制，因为浑浊可能提示微生物生长。对于体重下降超过20%的小鼠，存活可能性降低，可给予0.5至1.0 ml无菌生理盐水腹腔注射作为支持治疗。文章还以表格形式列出了常见问题及解决方案，如结肠炎缺失或过弱时增加剂量或暴露时间，死亡率过高时减少剂量，DSS组内变异大时确保DSS充分溶解，TNBS组内变异大时注意直肠给药操作并防止药液泄漏，以及麻醉时间过长会增加TNBS作用等。
在预期结果部分，文章描述了结肠炎小鼠的可见症状，包括竖毛、因腹泻和贫血导致的活动减少以及体重下降。DSS模型小鼠通常体重下降20%至30%，TNBS模型小鼠体重下降在第1至2天约为10%，第7天达20%至30%。在DSS模型中，第8至10天为高损伤评分和上皮修复活动的良好终点；TNBS模型中多数研究者在直肠内攻击后第3至5天处死小鼠。结肠炎评估方法包括基因表达分析、苏木精-伊红染色组织学分析、免疫组织化学、髓过氧化物酶活性测定以及固有层单核细胞和肠系膜淋巴结免疫细胞的分离与鉴定。
文章还指出IBD患者尤其是UC患者结直肠癌风险随病程延长和病变范围扩大而增加，结肠异型增生和炎症相关癌症被认为源于慢性炎症中上皮细胞损伤与修复的反复循环。AOM/DSS模型因其可重复性、高效性、低成本和易用性而成为研究炎症相关结直肠癌的广泛使用的工具。
该论文的学术价值在于为IBD研究提供了标准化、可重复的化学诱导小鼠结肠炎实验方案，涵盖了急性与慢性DSS模型、TNBS模型以及AOM/DSS炎症相关癌变模型，并系统讨论了模型选择的依据、品系差异、微生物群影响、操作要点和故障排除策略。其实用价值在于为临床前药物测试和IBD发病机制研究提供了重要的方法学参考，帮助研究者根据具体科学问题选择合适的动物模型并优化实验条件。